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CRISPR/Cas9 ゲノム編集によるタグのノックイン

CRISPR / Cas9 ゲノム編集技術を利用して生物発光タグを標的となる内在性遺伝子座にノックインすることにより、ネイティブプロモーターよるタンパク質の発現を、シンプルな発光測定だけで調べることができます。過剰発現モデルと比較して、内在的にタグ付けされたタンパク質は自然なエピジェネティックな制御を受け、ネイティブな相互作用パートナーとの化学量論が維持されるため、アーチファクトが最小限に抑えられ、生理学的な条件下におけるタンパク質のバイオロジーをより正確に表すモデルとなり、 アッセイウィンドウの改善にもつながります。

HiBiTは内在性タンパク質を研究する上で非常に有用なタグで、LgBiTと呼ばれる大きなサブユニットに高い親和性で結合する小さな11アミノ酸のペプチドです。結合した複合体は、ルシフェラーゼ活性を有するため、基質の添加により明るい発光シグナルを生成します。HiBiTタグのサイズが非常に小さいため、他のタグに比べてノックイン効率が高く、CRISPR / Cas9 ゲノム編集ワークフローに最適です。

プロメガでは、関心の高いターゲット遺伝子と細胞株の組み合わせで、CRISPR 編集によりタグをノックイン細胞株プールとクローンの包括的なセレクションを提供します。 

CRISPR ノックイン細胞株について 

CRISPR ノックイン細胞株のリスト (PDF)

CRISPRノックインタギングを利用したタンパク質存在量、内在化、制御のモニタリング

調節されたタンパク質存在量の決定

細胞内のタンパク質レベルは、細胞状態の変化によって自然に調整されており、治療戦略として意図的に操作される場合もあります。近年、狙ったタンパク質だけを分解する手法が開発され、これまで標的にできなかったタンパク質へのアプローチを可能にする新しい低分子モダリティとして脚光を浴びています。CRISPR / Cas9 ゲノム編集を利用して生物発光タグを内在的に挿入すると、特異的抗体を必要とすることなくタンパク質存在量を測定することができます。これらのアッセイは感度が高く、エンドポイントフォーマットまたは生細胞フォーマットで測定できるため、内在性の標的タンパク質レベルの詳細な分析が可能になります。

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Collaborate with experts who offer custom knock-in and gene-editing services:

EditCo Bio – Provides functionally validated CRISPR-edited cell lines, offering precise and scalable genome engineering solutions to support research in cell and gene therapy, drug discovery, and basic biology.

FUJIFILM CDI – Offers custom knock-in cell line generation using human iPSC-derived cells to create physiologically relevant models for disease research, drug discovery, and cell therapy development.

ALSTEM, Inc. – Delivers custom iPSCs, CRISPR/Cas9-edited cell lines, and viral vectors, supporting research in regenerative medicine, disease modeling, drug discovery, and basic biology.

CRISPR / Cas9ノックイン技術を利用した内在遺伝子ローカスにおけるタグ付け

CRISPR / Cas9ノックイン技術と生細胞での生物発光検出法の組み合わせにより、目的タンパク質の存在量の変化をリアルタイムでモニタリングして、細胞タンパク質のダイナミクスをより理解することができます。

内在性のタグ付けをおこなう理由とは?

  • 生理学的な発現レベルをモニタリング:遺伝子量の影響なし(多量のベクター導入などとは異なり)
  • ネイティブなプロモーターとエピジェネティックな制御下にある遺伝子の研究
  • ネイティブな相互作用パートナーとの化学量論の維持(過剰発現による生理的相対比からの逸脱とは異なり)
The Benefits of Endogenous Tagging
tagging endogenous loci using crispr knock-in method

Hear from a Scientist

Discover how researchers like Dan Nomura, Ph.D. from University of California - Berkeley are using HiBiT-powered CRISPR knock-ins to study protein dynamics at endogenous levels.

調節されたタンパク質存在量の決定

細胞内のタンパク質レベルは、細胞状態の変化によって自然に調整されており、治療戦略として意図的に操作される場合もあります。近年、狙ったタンパク質だけを分解する手法が開発され、これまで標的にできなかったタンパク質へのアプローチを可能にする新しい低分子モダリティとして脚光を浴びています。CRISPR / Cas9 ゲノム編集を利用して生物発光タグを内在的に挿入すると、特異的抗体を必要とすることなくタンパク質存在量を測定することができます。これらのアッセイは感度が高く、エンドポイントフォーマットまたは生細胞フォーマットで測定できるため、内在性の標的タンパク質レベルの詳細な分析が可能になります。

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CRISPRノックインタギングを利用したタンパク質存在量、内在化、制御のモニタリング

When studying a protein, an ideal approach would be to measure its activity with as little interference as possible. Researchers will typically overexpress the protein or use transient expression to observe it easier, but this can result in challenges. When protein levels exceed the capacity of endogenous regulatory machinery, stoichiometry can break down, binding partners become saturated, and assay windows change in ways that don't translate to the true protein activity. Tagging proteins at their endogenous locus with CRISPR/Cas9 alleviates these concerns.

Endogenous Tagging Creates an Improved Assay Window for BRD4 Degradation Assay

調節されたタンパク質存在量の決定

細胞内のタンパク質レベルは、細胞状態の変化によって自然に調整されており、治療戦略として意図的に操作される場合もあります。近年、狙ったタンパク質だけを分解する手法が開発され、これまで標的にできなかったタンパク質へのアプローチを可能にする新しい低分子モダリティとして脚光を浴びています。CRISPR / Cas9 ゲノム編集を利用して生物発光タグを内在的に挿入すると、特異的抗体を必要とすることなくタンパク質存在量を測定することができます。これらのアッセイは感度が高く、エンドポイントフォーマットまたは生細胞フォーマットで測定できるため、内在性の標的タンパク質レベルの詳細な分析が可能になります。

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PROTAC処理後の内在性 HiBiT-BRD4の分解カイネティクス.  HEK293 LgBiT Cell Line の内在 BRD4 遺伝子座にHiBiTを挿入した。Nano-Glo® Endurazine™ substrate を含むCO2 非依存性培地中で様々な濃度のMZ1で細胞を処理した。発光は GloMax® Discover マイクロプレートリーダーでリアルタイムに測定した。

Endogenous Target Expression Reveals Degrader Activity Missed by Ectopic Overexpression

Using endogenous target expression in degrader screens can reveal degraders that may be missed by ectopic overexpression models. In this example, cells expressing transiently overexpressed TK-NL-BRD7 (left) or endogenous BRD7 (right) were treated with the indicated compounds or DMSO control, and luminescent signal was monitored over 25 hours. The endogenous expression panel revealed degradation activity for multiple compounds (e.g., VZ95, VZ207, VZ221) that appeared inactive in the ectopic system, demonstrating that overexpression models can mask moderate degraders and lead to false negatives during screening.

Transient Target Expression

19873ma

Endogenous Target Expression

19872ma

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